Polilla de los apiarios
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Polilla de los apiarios. La polilla de los apiarios Galleria mellonella Lin. ha sido el hospedante de sustitución preferido para la cría de numerosos insectos benéficos y ha tenido otros usos como parte de medios de cultivos e inóculos en la reproducción de hongos y bacterias.
Sumario
La Cria
La cría de este insecto se ha practicado de forma artificial en los laboratorios de control biológico por muchos años con diversas dietas, de acuerdo a las condiciones existentes en cada lugar y mayores o menores éxitos, pero si está demostrada la nobleza de este insecto para su manejo en el laboratorio y su utilidad en los planes de control biológico que se llevan a cabo en distintas partes del mundo.
Una correcta nutrición en las crías artificiales en laboratorio asegura la obtención de hospedantes óptimos para la reproducción de medios biológicos, algunos de ellos se caracterizan por tener vital importancia lo que, de acuerdo con Álvarez y Naranjo (2005), se definen como sigue: los aminoácidos son las unidades básicas por las cuales se estructuran las proteínas, las enzimas son proteínas cuya función es actuar como catalizadores en el metabolismo; las deficiencias de los aminoácidos retardan el desarrollo de los organismos. Las vitaminas tienen gran importancia en la nutrición, los bajos niveles de vitamina E reproducción y A crecimiento y desarrollo generan alteraciones en el metabolismo; un déficit de vitamina E afecta a ambos sexos, los machos se muestran apáticos al apareamiento, por tanto resultan infértiles y en las hembras se observa una baja producción de huevos. En macerados se han encontrado cantidades elevadas de cloruro de colina, esta vitamina forma parte estructural de numerosos lípidos, su déficit provoca cese del desarrollo, crecimiento y la muerte del insecto. Las vitaminas en el organismo son cofactores enzimáticos, las enzimas son proteínas (catalizadores) que facilitan que las reacciones ocurran. Al ser las vitaminas cofactores enzimáticos, una falta de ellas implica que la reacción no ocurra, por lo tanto no hay crecimiento ni desarrollo.
Ciclo biológico
El ciclo biológico por fases es de 3-5 días para los huevos, 25-30 días para la fase de larvas, 8 días para las crisálidas y 5-7 días para la fase de adulto. Su relación sexual es 1:1,5.
El ciclo de vida de este insecto en alimento natural, está comprendido entre los 60 y 63 días, permaneciendo 7 - 8 días en el período embrionario, 44,8 días en larvas y 10,9 días en estado de pupa.
Características
La polilla mayor de la cera Galleria mellonella le sirve como hospedante a los nematodos entomógenos, como Heterorhabditis bacteriophora, que se reproducen masivamente en los CREE. (Centros de Reproducción de Entomófagos y Entomopatógenos)
Metodología de reproducción
Se requiere contar con algunos insumos necesarios para la confección de las dietas alimentarías, algunos deficitarios y determinantes para una óptima reproducción, como es el caso de la cera de abejas.
Muy variadas son las dietas alternativas empleadas en los CREE(Centros de Reproducción de Entomófagos y Entomopatógenos)para la cría de Galleria mellonella, entre ellas se emplean con éxito las dos que se refieren a continuación. Independiente de la cría en cera de panal, para la reproducción de Galleria mellonella se han empleado exitosamente diversas formulaciones de dietas artificiales, que se desarrollan en los 84 Centros de Reproducción de Entomófagos y Entomopatógenos CREE Centros de Reproducción de Entomófagos y Entomopatógenos) del MINAZ. Las de mayor uso se exponen a continuación:
Cría masiva de Galleria mellonella
Se utilizan contenedores de plástico, cristal o aluminio galvanizado; en dependencia de la capacidad de estos contenedores será la cantidad de alimento necesario a utilizar para una producción determinada, que no debe exceder 1 kg.
Montaje
Se procede a la formación de los contenedores con la dieta previamente preparada y en dependencia de la capacidad se dosifica a razón de 37 mg de huevos por kg de alimento.
- Se pesan y mezclan los ingredientes sólidos, para esterilizarlos en una estufa a 120 °C por 15 minutos, removiendo los ingredientes cada 5 minutos.
- Se pueden esterilizar los ingredientes por separado, pesarlos y luego mezclarlos.
- Si se utiliza formaldehído, es necesario, primeramente, mezclar este con los ingredientes líquidos y seguidamente añadirlos a los sólidos para homogenizar los componentes.
- La dieta tiene una textura adecuada cuando al apretar una porción en la mano permanece aglomerada.
- Las cantidades de los ingredientes líquidos pueden fluctuar ligeramente en aras de lograr la textura apropiada.
Alrededor de los 40 a 45 días de la formación de los contenedores (inoculación), se hace la cosecha de larvas para infestar con nematodos y las que se seleccionen para la recría se dejarán alimentar hasta la formación de los imagos (el 6% de la cantidad de larvas cosechadas). Las larvas seleccionadas para recría después de empupar son llevadas a un recipiente con una tapa que en su parte superior se le haga una ranura como una alcancía, permitiendo introducir un papel parafinado doblado en forma de abanico para la oviposición cuando emerjan los adultos.
La colecta de huevos se realiza diario, extrayendo el papel parafinado, reponiendo los abanicos extraídos y con un bisturí se desprenden los huevos, estos se llevan a un recipiente y luego se pesa la cantidad a utilizar en dependencia de la cantidad de alimento por contenedor, para finalmente formar nuevos contenedores.
Las puestas se separan del nylon con la ayuda de un pincel. Las colectas se realizan durante 5 – 7 días de acuerdo a la productividad mostrada.
Lo colectado en la jornada se pesa o se estima con una tara y se desinfecta con solución de formaldehído 0.7% i.a, por espacio de 3 -5 minutos; seguidamente se enjuagan con abundante agua y se secan bajo una corriente de aire. Una hembra debe ovipositar aproximadamente de 35 - 50 mg durante su vida útil.
La cantidad producida por jornada se asienta en los registros implementados, se separa y embala según su destino.
El estado larval debe acopiar suficientes reservas para completar el resto de los estados y mantener la calidad genética del material.
Control de calidad
Durante el proceso de reproducción masiva Es muy importante el ajuste de parámetros como son: la temperatura, la humedad relativa, las condiciones del apareamiento y evaluar además la longitud promedio del insecto, las deformaciones y la proporción sexual entre otros.
En la medida en que ocurre la emergencia se colectan adultos hasta totalizar 100 y con ellos se puede determinar la proporción de sexos o índice sexual, el porcentaje de individuos deformados, el peso y la envergadura promedio de hembras.
Peso promedio de la hembra
Mediante una balanza se pesa un número conocido de hembras, recién emergidas y se divide el valor resultante entre el número de ellas.
Longevidad
Se colectan adultos recién emergidos, se alimentan y se colocan en recipientes y diariamente se cuantifica el número de días que se mantiene vivo cada uno de ellos.
% de eclosión de los huevos
Se cuantificarán 100 huevos y de ellos los eclosionados en el transcurso de los días en observación. Si el control se hace con 100 huevos el porcentaje sale directo, si el número fuera diferente debe calcularse el % empleando una regla de tres simple.
La longitud y el peso promedio de las larvas se realizará de modo similar al empleado para los adultos.
Los datos obtenidos del control de la calidad y del estimado del rendimiento total de lote se registran en un modelo de control de la calidad establecido al efecto.
Fuentes
- Alvarez, J. F. y Naranjo F. M. (2005) Nutrición de Lixophaga diatraeae, Towns. Manual de metodologías de cría de artrópodos. (En preparación)
- Arteaga, E.; B. Chang y O. Vázquez Metodología de reproducción de nematodos entomogenos en bandejas. (1991)
- Fuentes A. A; Ma C. Tomás M. y F. Reyes. Criterios para la utilización del artrópodo Galleria mellonella Lin. En: MINAG. Instituto de Investigaciones de Sanidad Vegetal. “Producción y Manejo Agroecológico de Artrópodos Benéficos”. La Habana. 15-18 mayo 2007
- ICINAZ Dieta para las crías de Galleria mellonella. 1997.
- Milán O. y E. Rijo Metodología para la reproducción de Galleria mellonella Lin. 1993.
